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Formation Génome : Réponses aux Questions


Sahra
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Réponses aux questions de la Formation Génome 2017

 

Les réponses tant attendues aux questions posées lors de la formation sont là, et classées par thème. 
Si des questions persistent, on vous invite à poser vos questions sur tutoweb ou à venir en permanence (même que parfois on vous offre des bonbons, et des gâteaux, parce que le génome c'est que de l'amour  :wub: ). 
Pour ceux qui n'étaient pas là, il y a aussi une jolie fiche récap' qui vous attend à la librairie. 

 

 

 

Notions de base

 

 

Est-ce qu’un exon est toujours codant ?

 

Un exon n’est pas toujours codant, il peut être épissé par l’épissage alternatif.

De plus, il ne faut pas oublier les exons 5’ UTR (UnTranslated Regions) et 3’ UTR présents au sein de l’ARNm (voir schéma).

 

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Quelle est la différence entre les séquences régulatrices enhancer, un opérateur, et un promoteur?

 

  • Promoteur : Séquence d’ADN reconnu par l’ARN polymérase et permet donc la transcription.
    Les boîtes TATA et CCAAT font partie de la séquence du promoteur.
  • Opérateur :  Séquence d’ADN sur laquelle peut venir se lier une molécule régulatrice (répresseur ou activateur). Ex: Le répresseur codé par LacI se lie à l’opérateur de l’opéron lactose en absence de lactose, ce qui inhibe la transcription.
  • Séquences régulatrices enhancer (= activatrices) : Séquences d’ADN reconnues par des facteurs de transcription, parfois à des kilobases du promoteur, mais dont le complexe va pouvoir interagir directement avec l’ARN polymérase pour augmenter le taux de transcription.
    Si ce sont des séquences régulatrices silencers ( = inhibitrices), même principe mais le taux de transcription diminue.
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Expression-Purification

 

 

Pourquoi on n’utilise pas le promoteur de base ? Est-ce que le promoteur est toujours viral ? 

 

On souhaite avoir une production de protéines très importante, tant qu’à modifier le plasmide autant y mettre un promoteur fort (par ex: promoteur T7 ARN polymérase). De plus, parfois on souhaite amener ce plasmide dans des cellules eucaryotes, donc nécessité d’avoir un promoteur eucaryote (besoin d’une certaine reconnaissance de séquences), on a par ex: promoteur CMV (cytomégalovirus).

Les promoteurs forts sont souvent des promoteurs viraux d’où leur utilisation presque systématique (mais tu peux aussi utiliser des promoteurs forts bactériens, à condition de ne pas exprimer ton plasmide dans une cellule eucaryote par la suite).

 

 

 

Pourquoi est ce qu'on ne peut pas mettre la protéase directement au niveau des billes?

 

Techniquement c’est surement possible, mais on utilise préférentiellement la technique décrite dans le cours, car parfois on veut récupérer la protéine de fusion dans son ensemble (étiquette liée à la protéine d’intérêt), et non la protéine d’intérêt seule. Par exemple, c’est le cas de la TEV protéase (permettant de séparer l’étiquette de la protéine d’intérêt), qui elle-même est une protéine de fusion (Etiquette poly-histidine liée à la TEV protéase).

 

 

 

Mais ça sert à quoi de purifier une protéine ?

 

Le but est de récupérer uniquement ta protéine d’intérêt.

Mais ta protéine est produite dans ta bactérie or elle produit aussi ses propres protéines. Il va donc falloir aller la chercher et réussir à l’isoler.

D’où l’étiquette qui va te permettre d’accrocher ta protéine et de laisser passer le reste. Ensuite, il te suffit de séparer ton étiquette de ta protéine, et de ne récupérer que ta protéine. C’est utile car par exemple administrer de la GST avec la protéine d’intérêt est dangereux pour l’homme !

 

Remarque: Dans certains cas, il n’est pas gênant de garder l’étiquette. Ex: TEV protéase, car la synthèse d’une protéine n’a pas forcément pour but une administration à l’Homme (mais si c’est le cas, il faut qu’elle soit le plus pure possible). 

 

 

 

Pourquoi l’étiquette de l’enzyme qui coupe l’étiquette de la protéine d’intérêt n’est pas prise en même temps que l’étiquette avec l’excès de glutathion?

 

Pour que ça soit clair pour tous, dans la question:

  • “L’étiquette de l’enzyme qui coupe l’étiquette de la protéine d’intérêt” est la polyhistidine, étiquette de la TEV protéase.
  • “L’étiquette de la protéine d’intérêt” est la GST.

Lors de la séparation de la protéine de fusion (étiquette + protéine d’intérêt) des protéines bactériennes, tu n’as pas encore mis la protéase, donc l’excès de glutathion ne fait que décrocher la protéine de fusion.

Ensuite tu mets ta protéase qui sépare l’étiquette de ta protéine recombinante. Là, tu refais une chromatographie d’affinité avec le glutathion sur les billes pour attraper l’étiquette de la protéine (GST) et tu laisses passer ta protéase et ta protéine d’intérêt. L’étiquette de ta protéase ne s’accroche pas au glutathion accrochés aux billes car son étiquette n’est pas GST mais de la PolyHistidine qui préfère le Nickel (le glutathion c’est pas trop son kif).

 

 

 

Le glutathion est il toujours en excès ?

 

Pour pouvoir décrocher la protéine de fusion, il faut que le glutathion soit en excès, ça permet une compétition, et donc la libération de la protéine de fusion de ses billes.

 

 

 

Pour la TEV protéase, elle possède aussi sa propre étiquette?

 

Oui, elle possède une étiquette Polyhistidine qui va pouvoir se lier à du Nickel (préalablement couplé à des billes).

 

 

 

Résumé pour la TEV Protéase

 

  1. La TEV protéase coupe entre la GST et la protéine d’intérêt.
    On se retrouve avec la TEV protéase, la GST, et la protéine d'intérêt  (séparées)
  2. On veut se débarrasser du GST donc on fait passer ces 3 éléments dans un tube contenant des billes couplées à du GSH. Donc la GST reste collée dans le tube (car se colle au GSH) et on se retrouve avec la TEV protéase et la protéine d’intérêt (séparées)
  3. On veut se débarrasser de la TEV protéase. Or la TEV protéase était une protéine recombinante qu’on a fabriqué et qui contient une étiquette polyhistidine. On fait passer le mélange TEV protéase et protéine d’intérêt dans un tube contenant des billes couplées au nickel. La TEV protéase reste accrochée aux billes car la polyhistidine s’accroche au nickel. et la protéine d'intérêt se retrouve seule à être éluée.
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Induction

 

 

 

Pour les colonies bleues et blanches c'est par rapport au fait que l'ADNc a intégré le plasmide ou le fait que le plasmide est intégré dans la bactérie ?

 

  • Si la bactérie a intégré le plasmide → Sélection positive par l’Ampicilline présente dans le milieu (le plasmide possédant le gène de résistance donc le génome bactérien est dépourvu).
  • Si le plasmide a intégré le fragment → Visible par apparition de colonies blanches, car la B-galactosidase n’est plus fonctionnelle (juste une petite partie N-term), donc ne peut pas couper X-Gal, qui n’émet donc plus de bleu.

 

 

 

Si le fragment est orienté dans le mauvais sens, on obtient des colonies bleues? Si c’est intégré dans le mauvais sens, la colonie sera blanche?

 

Si le fragment est inséré (que ce soit dans le bon ou mauvais sens), on obtient forcément une colonie blanche (voir réponse précédente).

Le problème c’est que le fragment n’est pas forcément inséré dans le bon sens, et on ne pourra donc pas différencier une colonie avec le fragment d’ADNc dans le bon sens de celle dans le mauvais, puisqu’elles seront toutes blanches.

 

 

 

Mais a quoi ca sert de mettre l'ADNc au milieu de l'opéron?

 

On souhaite induire l’expression de cet ADNc, on utilise donc l’expression inductible de l’opéron lactose (vu précédemment avec l’histoire du répresseur). On le met au milieu de lacZ pour pouvoir sélectionner les colonies ayant inséré le fragment dans le plasmide (si c’est le cas, la B-galactosidase n’est pas entière, elle n’est donc pas active, elle ne peut pas couper X-GAL → Colonie blanche).

 

 

 

Que se passe t il si l'ADNc est inséré dans le mauvais sens?

 

Tu auras ta séquence codant pour ta protéine à l’envers, commençant par ton codon stop, et finissant par ton ATG. Après traduction, tu auras donc une protéine aberrante. Ce qui n’est pas top, quand ton but est d’induire la production d’une protéine d’intérêt quand tu veux.

 

 

 

Où se situe X-gal ? Dans le milieu ?

 

Oui! Tout comme IPTG, et l’antibiotique (Ampicilline).

 

 

 

Pourquoi on peut avoir 3 cadres de lecture différents lors de l’insertion? Pourquoi 1 chance sur 6?

 

On ne coupe que par EcoRI, extrémités compatibles → Insertion non orientée (une chance sur deux que cela s’insère dans le bon sens).

De plus, on ne connaît pas forcément les extrémités de notre fragment d’ADNc, dans ce cas, on ne peut connaître l’éventuel décalage de lecture, on a donc 6 cas en tout (ATTENTION représentation simple brin par simplicité, mais double brin normalement) :

 

post-6746-0-76305500-1511906035_thumb.png

 

 

 

Pourquoi on dit que c’est inductible?

 

C’est sur le même principe que l’opéron lactose. En présence de lactose, ou d’analogue (IPTG, plus pratique car non métabolisable donc non dégradable par la bactérie donc constant dans le milieu), le répresseur se lie à ce dernier, et désinhibe la transcription.

Donc dès que tu mets ta bactérie en contact de lactose ou IPTG, tu lances la transcription : tu l'induis.

 

 

 

Sur un des schémas du cours , dans le même vecteur , il me semble le cytomégalovirus il y a AmpR et le NeoR pourquoi les deux sont ils nécessaires? Pour plus de sélection significative?

 

Quand on fait une transfection :

Seul un petit pourcentage de cellules intègrent le plasmide ! Parmi ce petit pourcentage de cellules, on a deux cas :

  • 1er cas : TRANSFECTION TRANSITOIRE : Le plasmide est délivré dans la cellule et va entrer dans le noyau. Une fois dans le noyau, il y a transcription et traduction. C'est transitoire car si il y a multiplication cellulaire alors le plasmide est éliminé (car le plasmide n'est pas dans l'ADN et que le plasmide ne se multiplie pas seul ici car on n'est pas dans une bactérie !!!).
  • 2e cas : TRANSFECTION STABLE : Le plasmide entre dans la cellule hôte. Il y a intégration de l'ADN étranger dans une région chromosomique de l'ADN de la cellule hôte et donc on pourra sélectionner les cellules qui auront intégré dans leur ADN génomique l'ADN apporté par le plasmide et qui l'utiliseront.

 

Dans le plasmide on a donc le gène de résistance à la néomycine. Ce gène de résistance permet de résister :

  • A la néomycine : antibiotique (donc contre les bactéries).
  • Au G418 : antibiotique (donc contre les bactéries) qui attaque également les cellules eucaryotes.

Bref ici pour faire la sélection on va utiliser le G418 plutôt que la néomycine car on ne veut pas tuer des bactéries mais toutes les cellules de mammifères n'ayant pas exprimé la protéine de résistance (le G418) qu'elles auront intégré dans leur génome.

 

Du coup, le gène de résistance à l’ampicilline n’a surement pas un grand intérêt dans la sélection que l’on fait pour évaluer la transfection cellulaire chez des cellules eucaryotes, d’autant plus que l’ampicilline est un antibiotique (contre les bactéries) auquel les cellules eucaryotes ne sont pas sensibles (contrairement au G418 par exemple).

 

Le gène de résistance à l’ampicilline est utilisé lorsqu’on utilise ce plasmide in vitro sur des bactéries. Comme le promoteur de la T7 ARN polymérase de bactériophage. Et oui, comme on le voit sur cette diapo, on a bien “T7” sur le plasmide. Or ce promoteur n’est utile que chez les bactérie et est inactif chez les eucaryotes! (chez les eucaryotes le promoteur actif contenu dans le plasmide est représenté sur la diapo est le CMV Promoteur).

Donc, le gène de la résistance à l’ampicilline est, comme pour le promoteur T7, utile si l’on utilise ce plasmide in vitro sur des bactéries et non des cellules de mammifères.

 

 

 

Pourquoi on coupe pas par EcoR1 et HindIII présent dans MCS pour avoir le fragment dans le bon sens ?

 

Surement faisable en pratique, mais cela doit être plus cher et contraignant, bien que plus efficace. A vérifier tout de même, n’hésitez pas à poser cette question.

 

 

 

Dans ce cas-là l'AMPc et le CAP fonctionnent ?

 

Oui, si tu es dans un milieu où le glucose est absent (autres éléments nutritifs), tu vas avoir une augmentation d’AMPc, qui en se liant à la CAP permet un changement de conformation de cette dernière qui se fixe dans une région de 20pb entre lac I et le promoteur → Accélère la transcription. IPTG te permet d’induire l’expression de ta protéine, et un milieu avec peu ou pas de glucose va te permettre d’avoir un meilleur rendement.

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Transgénèse

 

 

 

La recombinaison permet l'échange exon + intron ? Ou c'est seulement l'exon qui se trouve échangé ?

 

Tout le brin synthétisé ayant une homologie avec le brin endogène est échangé (introns et exon présents).

 

 

 

Pourquoi TK se fait il exciser? Qu'entend on ici par homologie? Mais pourquoi reconnaît-il NEOr et pas TK dans la recombinaison homologue?

 

On synthétise un fragment quasi-identique, seul le NeoR et le TK diffèrent. Cependant, un bout central d’exon étant remplacé par la NéoR, il est tout de même recombiné grâce à l’exacte homologie environnante. Ce qui n’est pas le cas de TK, qui est à l’extrémité et qui est donc excisé.

 

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Pourquoi pour Cre-Lox, on ne fait pas la transgénèse de recombinaison et la transgénèse additive directement sur la même souris ?

 

Pour obtenir des lignées de souris par transgénèse additive / transgénèse de recombinaison il ne suffit pas de leur faire une petite piqûre :rolleyes:.

Il y a tout un mécanisme détaillé dans le cours :

 

I. Transgénèse additive :

  1. On fait nos manipulations pour avoir le transgène que l'on souhaite injecter (avec un promoteur, enhancer, signal de polyadénylation, etc.). Il faut qu'il soit purifié, linéarisé et en solution (attention pour éviter les interférences dues aux séquences plasmidiques on ne garde pas de séquences plasmidiques).
     
  2. On prend une souris en âge de procréer (quelques semaines de vie) et on fait un traitement hormonal pour provoquer une super-ovulation, puis on l'accouple avec des mâles. On produit alors plein d'oeufs.
     
  3. On tue la souris et on récupère les oeufs fécondés.
     
  4. On injecte le transgène avec une micropipette dans les oeufs fécondés (dans un des deux pronuclei à chaque fois).
    Si l'injection ne s'est pas faite correctement --> Mort de l'oeuf.
    Si l'injection s'est faite correctement mais que l'ADN n'a pas été bien incorporé dans l'ADN génomique de l'oeuf --> Souriceau non transgénique.
    Si l'injection s'est faite correctement et que l'ADN a bien été incorporé dans l'ADN génomique, comme c'est au stade 1 cellule alors toutes les cellules de la souris seront transgéniques !
     
  5. On prend une autre souris qui sera la mère porteuse (vu que la première souris a été sacrifiée pour récupérer les oeufs). On l'accouple avec un mâle vasectomisé pour qu'elle soit préparée hormonalement à recevoir et faire une gestation (mais elle ne sera pas fécondée par le mâle puisqu'il est vasectomisé). On injecte les oeufs (au stade 1-2 cellule.s) dans cette souris.
     
  6. Au bout de 20 jours (J20), les souriceaux de la première génération (F0) naissent. On espère alors avoir des animaux transgénique.
     
  7. 10 jours après leur naissance (J30), on coupe un petit morceau de queue aux souriceaux pour isoler de l'ADN génomique et détecter s'il y a ou non présence du transgène (soit par southern blot avec une sonde radioactive reconnaissant uniquement la séquence du transgène, soit par PCR avec des amorces spécifiques du transgène). Ca va donc nous permettre de voir quels sont les souriceaux transgéniques.
     
  8. Après une vingtaine de jours (J50), on peut sevrer les animaux transgéniques.
     
  9. Ils sont fertiles et prêts à la reproduction 6 à 8 semaines après leur naissance. On va donc les accoupler et on va avoir naissance de la génération F1 à J85-J100. On essaye de propager les lignées.
     
  10. Puis on va cribler les souris F1, puis les sevrer et à partir de J150 on pourra faire les premières investigations.

Remarque : Dans la transgénèse additive en règle générale, il est important d’avoir plusieurs lignées de souris transgéniques pour être sûrs que ce que l’on observe est quelque chose de reproductible et bien lié au transgène lui-même et non à de la mutagénèse insertionnelle.

 

II. La transgénèse de recombinaison.

Là aussi c’est assez long !

 

  1. On a notre transgène. On va introduire notre fragment de recombinaison dans les cellules ES par électroporation (on fait alors notre double sélection positive/négative pour sélectionner les rares évènements de recombinaison homologue : les cellules seront alors résistantes au G418 et au ganciclovir). On a donc remplacé un des deux allèles de la cellule ES par la nouvelle copie de ce fragment de gène. Comme c’est très rare, on ne cherche pas en pratique à remplacer les deux allèles : un seul des deux allèles est donc recombinant.
     
  2. On micro-injecte nos cellules ES recombinantes (après les avoir multipliées en faisant attention à ce qu’elles ne s’engagent pas encore dans un programme de différenciation) dans un blastocyste murin de souris à pelage noir (les cellules ES venaient de souris ayant un pelage marron (agouti)).
     
  3. On réimplante ces blastocystes dans une mère porteuse.
     
  4. Au bout de 16 jours on a 3 solutions :
    Soit on n’a pas de naissance de souriceaux :(
    Soit on a des souriceaux tous noirs : cela veut dire que tous ces souriceaux dérivent des cellules ES du blastocyste et non des cellules ES modifiées.
    Soit on a ce qu’on veut : des souriceaux ayant une teinte marron et noires (souris mosaïques : qui sont des souris chimériques) : on veut des souris les plus marrons possibles car ça voudra dire que la plupart des cellules de l’organisme dériveront des cellules ES modifiées génétiquement. Le pelage est un bon indicateur de ce qui se passe dans l’organisme (mais attention ce n’est pas le transgène qui fait que les souris ont un pelage avec des tâches marrons ! Le lien entre les deux est que le transgène a été initialement injecté dans des cellules ES de souris marrons). On veut que les souriceaux soient suffisamment marrons pour que la lignée germinale ait été colonisée, c’est à dire que les spermatozoïdes et ovules dérivent de cellules ES modifiées.
     
  5. On croise les souris chimères le plus marron possible avec des souris noirs : on va obtenir soit des souris noirs, soit des souris marrons. Attention, il ne s’agit pas ici de chimérisme mais simplement d’un évènement entre spermatozoïde et ovule ! Les souris marrons ont donc un des deux allèles modifié génétiquement, et l’autre allèle intact : ce sont des souris hétérozygotes !
     
  6. On croise les souris hétérozygotes entre elles ce qui va nous permettre d’avoir la naissance de la première génération de souris homozygotes !

 

Conclusion à cette réponse : Faire une transgénèse additive sur une souris et faire une transgénèse de recombinaison sur une souris sont des processus compliqués et longs. On les fait sur des lignées. C’est pour cela qu’on ne peut pas faire tout cela sur une même souris et que pour la recombinaison on prend une souris ayant les sites LoxP (transgénèse de recombinaison) et une souris ayant le gène de la recombinase Cre (transgénèse additive) que l’on fait s’accoupler ensemble pour obtenir une souris ayant les sites LoxP et le gène de la recombinase !

 

 

 

Pourquoi y a-t-il des souris hybrides dans la 1ère lignée alors que le gène marron est dominant?

 

Le rappel fait à la question précédente répond à la question. Mais : 

 

La première lignée n’est pas issue d’un croisement, mais d’un ajout de cellules souches embryonnaires recombinantes marrons dans la masse cellulaire d’un blastocyste d’une souris noire. Donc dans ta première lignée, tu auras des souris avec des cellules “marrons” et “noires”, selon la différenciation de ces cellules tu auras des souris à pelage noire (tes cellules marrons ne sont pas épidermiques mais dans d’autres organes), marron ou mosaïque (cellules noires et marrons différenciées en cellules épidermiques).

 

Puis tu croises des souris chimères qui sont le plus marron possible (pour qu’il y ait plus de chances que les gamètes portent la modification génétique des ES modifiées) avec des souris noires.

  → Lignée hétérozygote à pelage marron (un allèle marron/ un allèle noir)

 

Puis tu croises les souris hétérozygotes entre elles

  → Première lignée de mutants homozygotes

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Système Cre-Lox

 

 

 

Quel est le rôle de CRE sur les sites loxP?

 

Il va permettre de les recombiner pour exciser le fragment entre les 2 loxP.

Animation simplifiée de 0.05-0.30 (ce qui ressemble à un pop-corn c'est la CRE, et les sites rouges c'est les LoxP) :

 

 

 

Les Lox p sont des transposons (ou retrotransposons)?

 

Ce sont juste des séquences d'ADN de 34pb comprenant aux extrémités 13 nucléotides palindromiques permettant la réaction d'intégration et d'excision dans le cycle lysogénique du bactériophage lambda.

Remarque (ne répondant pas à la question) : Il n'y a pas de sites loxP naturellement chez les eucaryotes.

 

 

 

Que se passe-t-il si les Lox p sont en sens inverse?

 

A partir du moment où les LoxP ne sont pas dans l’orientation décrite en cours, il n’y aura pas de délétion.

HP: Si les Lox p sont en sens inverse (orientation opposée entre eux), la séquence entre eux ne sera pas éliminée mais inversée, petit schéma à l’appui:

post-6746-0-47426900-1511908707_thumb.png

 

 

 

Est ce que c'est toujours une recombinaison additive pour CRE et recombinaison pour Lox p ?

Pourquoi on met les sites lox P par transgénèse de recombinaison ?

 

Tu as besoin d’avoir ton gène cible flanqué de Lox P, donc tu le construis, et tu l’échanges avec celui du génome de ta souris. Il faut que les Lox P entourent de manière précise ton gène à inactiver tu ne peux donc pas les rajouter par transgénèse additive (en plus il faudrait rajouter les deux, orientés et dans le bon sens, plus simple par recombinaison).

Besoin d’échanger = Transgénèse de recombinaison.

 

Pour CRE, tu n’as rien à échanger, il suffit juste de le rajouter : transgénèse additive.

Besoin d’ajouter = Transgénèse additive.

 

 

Comment activer CRE? L'invalidation d’un gène est elle définitive?

 

On peut induire CRE via l’administration d’une certaine molécule, et c’est irréversible.

 

C’est Hors-programme mais si tu es curieux/se... En fait, ils couplent CRE au récepteur d’estrogène (ER), or cette protéine de fusion ne peut pas passer la membrane nucléaire. Cre est donc inactif jusqu’à ce qu’on le mette en présence de tamoxifène qui lui permet de passer cette membrane et d’accéder aux sites LoxP. 

post-6746-0-19115000-1511908750_thumb.jpg

 

 

 

Les sites Lox p sont sur les deux fragments (du génome et du fragment recombiné) ?

 

Les LoxP sont rajoutés sur le fragment que tu construis, et absent du fragment génomique de la souris.

Par recombinaison, le fragment construit va être échangé avec le génomique. Ton fragment recombiné aura donc les LoxP entourant ton gène à invalider.

 

 

 

Quelle est la différence entre la transgénèse et la recombinaison génique?

 

La recombinaison génique (homologue dans ce cas), c’est un mécanisme génique qui a lieu in vivo, avec une reconnaissance de séquences identiques qui permet une recombinaison (échange de fragment).

La transgénèse, c’est une technique qui va permettre d’introduire (additive) ou d’échanger (recombinaison) un fragment d’ADN étranger dans le génome d’une cellule. La transgénèse de recombinaison utilise le mécanisme de recombinaison homologue.

 

 

 

Si j’ai bien compris pour inactiver un gène on utilise une recombinaison homologue mais du coup comment  ca se fait qu’on arrive à inactiver un gène avec les nucléases à doigt de zinc qui utilise la non homologue ?

 

On peut utiliser une recombinaison homologue pour inactiver un gène (Transgénèse de recombinaison classique, ou via Cre-Lox), mais on a d’autres techniques, dont les nucléases à doigts de zinc.

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Transposons

 

 

Transposons : (n'est plus actif chez l’Homme, il y a des vestiges)

  • permet le déplacement et l’insertion des gènes n’importe où dans le génome
  • possède dans sa structure des gènes codant pour les protéines nécessaire à son insertion 
  • l’ADN cible est coupé: bouts cohésifs entre lesquels le transposon est positionné grâce à la transposase (le site donneur peut être délaissé ou pas).
    post-6746-0-29020200-1511909579_thumb.png

 

Rétrotransposons :

  • le rétrotransposon est transcrit en ARN dont la structure est analogue à celle d’un rétrovirus.
  • puis cet ARN est rétro-transcrit en ADNc par la transcriptase inverse
  • la copie d’ADNc s’intègre ensuite dans le génome comme le ferait un rétrovirus
  • ADN/ADN => ARNm => ARN/ ADN => ADN/ADN => intégrase => réinsertion

Les rétrotransposons codent pour la transcriptase inverse: contient les gènes nécessaires à leurs propres actions

  • rétroviraux : le promoteur est dans les LTR
  • non rétroviraux : codent aussi pour une nucléase en plus d’une transcriptase inverse ou utilisent les enzymes de la cellule, utilisent le promoteur d’un gène voisin.

 

Et voilà!

 

Tendresse, Amour et Tutorat!  :wub:

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